大鼠肺动脉压的测定
1.大鼠肺动脉压的右心导管测定法
[基本原理]利用自制的大鼠专用的右心导管，由右颈外静脉将导管缓慢推进右心室和肺动脉，通过压力换能器与生物功能实验系统连接，直接观察和记录大鼠的右心室压和肺动脉压。
[操作步骤]
(1)右心导管的制备:取一根钢丝，长度12cm,
直径0.5mm,另取一支长度与钢丝相同的2.4F聚
乙烯塑料软管(Cournand心导管),将一端预弯成
120°。钢丝插人软管，如图26-31所示，置于60~
70°C水中5~ 10min,取出后冷却定型,将聚乙烯塑
料软管内的钢丝抽出即完成右心导管的制备。将聚
乙烯塑料软管的另一端与12号针头连接,针头尾端
接三通开关，后者一端接注射器。注射器内有
0.5%肝素化生理盐水溶液，便于冲洗导管，以防凝
血,另-端与压力换能器连接，可将导管尖端的压力
变化信号通过生物功能实验系统记录。
(2)动物的处置及压力测定:取体重200~350g
的大鼠，雌雄兼用,用20%乌拉坦(0.5ml/100g体重)腹腔注射麻醉，将大鼠仰卧固定在大鼠解剖台上，从颈部右侧分离出右颈外静脉，游离约1cm长静脉血管，结扎远心端静脉，近心端打一松结线备用。用止血钳分别将近、远心线固定在大鼠胸部及颈部皮肤上，使静脉充分暴露和充盈。调整生物功能实验系统，保持传感器与大鼠心脏位置平行。用眼科剪在近心端剪一“V“"形 切口,将右心导管的弯端插人血管切口,用近心线活结套住插进血管的导管，稍作固定，缓慢推进导管，插入1~2cm即可达到上腔静脉,2~ 3cm即到达右心房，轻轻旋转并向前推进，约插入3. 5~4cm左右可进人右心室。此时，略作停顿，再轻推导管便可进人肺动脉。在插管过程中，应根据监视器上所显示的压力曲线设化的移行变化来判断导管尖端的位置(图2632)。正常大鼠的右心房压力接近于零，肺动脉收期法10mmHg左右,舒张压6mmHg左右。右心室舒张时与右心房相通，右心室收缩压与肺动脉压相近。右心室压下沿齐右心房压力曲线，上沿齐肺动脉压力曲线，移行变化特征明显。此外，肺动脉压力波形的降支上有一重搏波，这是辨认动脉亚波形的重要标志。
[注意事项与评价]
(1)导管的软硬度与尖端的弯曲度要适当,这是影响插管成功与否的重要因素。
(2)在安装压力装置系统时，所有的管道包括注射器、三通开关和右心导管都应将其充满肝素化的生理盐水，保证管道内绝对没有气泡，以免影响压力传导。
(3)插管过程中,导管在通过颈外静脉和腋静脉汇合处可能受阻,不可硬推，应将导管稍向后退，然后缓慢旋转。在上腔静脉汇人右心房处,应缓慢提拉转动导管,使其进入右心房。调整导管尖端的方向,轻轻推进，当房室瓣开放时，导管即可进入右心室。进人右心室后，稍作停顿，因轻软的导管在血流的冲击下似有--定漂浮导向作用，血流可将导管导向右心室流出，顺利进人肺动脉。
(4)肺动脉压受呼吸影响较明显,有时不易确定，可再推进导管至出现肺动脉楔压，以佐证导管确实进人肺动脉。
(5)如动物出现心律失常，只要稍停操作片刻即可恢复。该方法简单、可靠、成功率高。
2.大鼠肺动脉压直接测定法
[基本原理]用小动物人工呼吸机与大鼠气管 相连,模拟生理条件下的呼吸通气量，然后打开胸腔,用充满肝素化的生理盐水的7号针头插人右心室和肺动脉，通过压力换能器与生物功能实验系统连接，记录和观察大鼠右心室和肺动脉压力。
[操作步骤]取体重150~250g大鼠，雌雄不拘，用10%乌拉坦(1ml/100g体重)腹腔注射麻醉。将大鼠仰卧固定在解剖台上行气管插管术,将小动物气管直接与呼吸机相连，调整控制呼吸频率60次/min,吸人峰压0.9kPa,呼出末压0. 25kPa,然后沿胸骨正中打开胸腔，用充满肝素化生理盐水的7号针头从右心室上角插人右心室和肺动脉，肉眼可以直接看到针头的位置。针头的另一端用导管与压力换能器相连并将压力变化通过生物功能实验系统记录。
[注意事项与评价]
(1)打开胸腔时应沿胸骨正中切开，减少出血。
(2)针头插人右心室和肺动脉后,应注意固定针头，以免引起出血。本方法测定大鼠肺动脉压简单易行，成功率高。由于是打开胸腔测量,此时对右心室压和肺动脉压无影响，但颈动脉压会迅速降低，该法不适宜长时间监测肺动脉压力变化。
实验外包 VX : A15801392525
1.大鼠肺动脉压的右心导管测定法
[基本原理]利用自制的大鼠专用的右心导管，由右颈外静脉将导管缓慢推进右心室和肺动脉，通过压力换能器与生物功能实验系统连接，直接观察和记录大鼠的右心室压和肺动脉压。
[操作步骤]
(1)右心导管的制备:取一根钢丝，长度12cm,
直径0.5mm,另取一支长度与钢丝相同的2.4F聚
乙烯塑料软管(Cournand心导管),将一端预弯成
120°。钢丝插人软管，如图26-31所示，置于60~
70°C水中5~ 10min,取出后冷却定型,将聚乙烯塑
料软管内的钢丝抽出即完成右心导管的制备。将聚
乙烯塑料软管的另一端与12号针头连接,针头尾端
接三通开关，后者一端接注射器。注射器内有
0.5%肝素化生理盐水溶液，便于冲洗导管，以防凝
血,另-端与压力换能器连接，可将导管尖端的压力
变化信号通过生物功能实验系统记录。
(2)动物的处置及压力测定:取体重200~350g
的大鼠，雌雄兼用,用20%乌拉坦(0.5ml/100g体重)腹腔注射麻醉，将大鼠仰卧固定在大鼠解剖台上，从颈部右侧分离出右颈外静脉，游离约1cm长静脉血管，结扎远心端静脉，近心端打一松结线备用。用止血钳分别将近、远心线固定在大鼠胸部及颈部皮肤上，使静脉充分暴露和充盈。调整生物功能实验系统，保持传感器与大鼠心脏位置平行。用眼科剪在近心端剪一“V“"形 切口,将右心导管的弯端插人血管切口,用近心线活结套住插进血管的导管，稍作固定，缓慢推进导管，插入1~2cm即可达到上腔静脉,2~ 3cm即到达右心房，轻轻旋转并向前推进，约插入3. 5~4cm左右可进人右心室。此时，略作停顿，再轻推导管便可进人肺动脉。在插管过程中，应根据监视器上所显示的压力曲线设化的移行变化来判断导管尖端的位置(图2632)。正常大鼠的右心房压力接近于零，肺动脉收期法10mmHg左右,舒张压6mmHg左右。右心室舒张时与右心房相通，右心室收缩压与肺动脉压相近。右心室压下沿齐右心房压力曲线，上沿齐肺动脉压力曲线，移行变化特征明显。此外，肺动脉压力波形的降支上有一重搏波，这是辨认动脉亚波形的重要标志。
[注意事项与评价]
(1)导管的软硬度与尖端的弯曲度要适当,这是影响插管成功与否的重要因素。
(2)在安装压力装置系统时，所有的管道包括注射器、三通开关和右心导管都应将其充满肝素化的生理盐水，保证管道内绝对没有气泡，以免影响压力传导。
(3)插管过程中,导管在通过颈外静脉和腋静脉汇合处可能受阻,不可硬推，应将导管稍向后退，然后缓慢旋转。在上腔静脉汇人右心房处,应缓慢提拉转动导管,使其进入右心房。调整导管尖端的方向,轻轻推进，当房室瓣开放时，导管即可进入右心室。进人右心室后，稍作停顿，因轻软的导管在血流的冲击下似有--定漂浮导向作用，血流可将导管导向右心室流出，顺利进人肺动脉。
(4)肺动脉压受呼吸影响较明显,有时不易确定，可再推进导管至出现肺动脉楔压，以佐证导管确实进人肺动脉。
(5)如动物出现心律失常，只要稍停操作片刻即可恢复。该方法简单、可靠、成功率高。
2.大鼠肺动脉压直接测定法
[基本原理]用小动物人工呼吸机与大鼠气管 相连,模拟生理条件下的呼吸通气量，然后打开胸腔,用充满肝素化的生理盐水的7号针头插人右心室和肺动脉，通过压力换能器与生物功能实验系统连接，记录和观察大鼠右心室和肺动脉压力。
[操作步骤]取体重150~250g大鼠，雌雄不拘，用10%乌拉坦(1ml/100g体重)腹腔注射麻醉。将大鼠仰卧固定在解剖台上行气管插管术,将小动物气管直接与呼吸机相连，调整控制呼吸频率60次/min,吸人峰压0.9kPa,呼出末压0. 25kPa,然后沿胸骨正中打开胸腔，用充满肝素化生理盐水的7号针头从右心室上角插人右心室和肺动脉，肉眼可以直接看到针头的位置。针头的另一端用导管与压力换能器相连并将压力变化通过生物功能实验系统记录。
[注意事项与评价]
(1)打开胸腔时应沿胸骨正中切开，减少出血。
(2)针头插人右心室和肺动脉后,应注意固定针头，以免引起出血。本方法测定大鼠肺动脉压简单易行，成功率高。由于是打开胸腔测量,此时对右心室压和肺动脉压无影响，但颈动脉压会迅速降低，该法不适宜长时间监测肺动脉压力变化。
实验外包 VX : A15801392525
